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CRECIMIENTO Y DEARROLLO DE PLANTAS


Enviado por   •  26 de Octubre de 2017  •  Informes  •  1.159 Palabras (5 Páginas)  •  265 Visitas

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  1. RESULTADOS
  • Tubo 1: 10 ml de éter de petróleo + 10 ml de extracto acetónico

TUBO 1

CAPAS

2 capas

COLOR

Capa superior: verde oscuro
Capa inferior: color gris.

SUSTANCIAS

Capa superior: Clorofila (a y b), carotenoides (caroteno y xantofila)
Capa Inferior: Acetona, antocianinas, betalainas.

  • Tubo 2: Capa superior + agua destilada

TUBO 2

CAPAS

2 capas

COLOR

Capa superior: verde oscuro.
Capa inferior: verde claro.

  • Tubo 3: Capa superior + 10ml de metanol al 92% (v/v)

TUBO 3

CAPAS

2 capas

COLOR

Capa superior: color amarillo.   
Capa inferior:
color verde.

SUSTANCIAS

Capa Superior: clorofila a y éter de petróleo, caroteno.
Capa Inferior: Clorofila b y la xantofila disuelta en metanol.

  • Tubo A: Capa Superior
  • Tubo B: Capa Inferior
  • Tubo 4: Tubo B + 10ml de éter etílico + agua destilada

TUBO 4

CAPAS

2 capas

COLOR

Capa superior: amarillo.     
Capa inferior: verde claro.

  • Tubo A + 5ml de KOH
  • Tubo B + 5ml de KOH

TUBO A

TUBO B

CAPAS

2 capas

2 Capas

COLOR

Capa superior: verde claro
Capa inferior: verde muy claro.

Capa Superior: amarillo
Capa  Inferior:
verde

SUSTANCIAS

Capa Superior: caroteno.
Capa Inferior: metanol con la capa de la clorofila a.

Capa Superior: xantofila en éter etílico
Capa Inferior: clorofila b con el metanol.

                                      [pic 1][pic 2]

[pic 3][pic 4]

[pic 5]

[pic 6][pic 7]

  1. DISCUSIONES.

Los pigmentos de algas verdes y plantas superiores son compuestos solubles en solventes no polares y se localizan formando complejos pigmento-proteína, en la fase lipídica de las membranas tilacoidales de los cloroplastos. Por esta razón los pigmentos no pueden ser extraídos del tejido foliar con soluciones buffer acuosas pero es relativamente fácil extraerlos con un solvente orgánico.

Es por eso que utilizamos la técnica mencionada en la guía, con diferentes compuestos orgánicos de solubilidad y afinidad química diferentes como éteres y alcoholes, para separar la clorofila a y caroteno en un mismo tubo (tubo A) y la clorofila b con la xantofila (tubo B).

La energía de la luz en longitudes de onda de 400 a 700 nm es absorbida por la clorofila y puede seguir tres caminos: i) ser usada para dirigir la fotosíntesis (procesos fotoquímicos), ii) disipada como calor o iii) reemitida en pequeñas pero detectables cantidades de radiación de longitud de onda más larga (rojo/rojo lejano) (procesos no fotoquímicos), esta emisión de luz es llamada fluorescencia de la clorofila a. Los tres procesos se dan en competencia, así que incrementos en la eficiencia de alguno puede inducir decrecimiento en los otros dos. De esta manera midiendo el rendimiento de la fluorescencia de la clorofila a se proporciona información sobre cambios en la eficiencia de la fotoquímica y la disipación de calor

La fluorescencia de la clorofila a (se torna a color rojo) es una herramienta muy útil en la evaluación de la calidad fisiológica de plantas tanto en invernadero como en campo. Esto permite abarcar mediciones de muchas plantas, permite seleccionar genotipos, evaluar la variabilidad genética y la respuesta de las plantas a varios estreses ambientales y bióticos.

  1. CONCLUSIONES.
  • Se obtuvieron pigmentos fotosintéticos de la clorofila que son los que dan color a las hojas de las plantas ya que la fotosíntesis es un proceso que permite a los vegetales obtener la materia y la energía que necesitan para desarrollar sus funciones vitales. Se lleva a cabo gracias a la presencia en las hojas y en los tallos jóvenes de pigmentos, capaces de captar la energía lumínica.
  • Gracias a esta práctica se logró observar cómo cambian las tonalidades de estos pigmentos fotosintéticos que componen a las plantas y se encuentran en los cloroplastos de la célula vegetal y les dan color al reflejar o transmitir la luz visible, además de que son los que constituyen el sustrato físico-químico de la fotosíntesis.

  1. RECOMENDACIONES.
  • Moler bien las hojas y dependiendo si las hojas son duras o no agregar bastante o poca acetona para tener un buen extracto.
  • No es recomendable que se le agregue mucha acetona, mejor que vaya bien concentrada la mezcla para tener mejores resultados.
  • Para  apreciar bien la formación de dos capas adicionar agua destilada hasta que se noten.
  • Al adicionar agua destilada a los tubos, rotarlos suavemente para evitar la formación de emulsión.
  • Al traspasar una capa a otro tubo de ensayo por medio de la pipeta Pasteur ser muy cuidadosos a fin de no traspasar la otra capa.
  • Siempre en necesario lavar bien los recipientes para tomar otra muestra porque puede ir residuos de la muestra anterior y darnos datos erróneos como resultados.
  1. BIBLIOGRAFÍA
  • Rodríguez, A. y  Chang, M. (2014). Manual de prácticas de fisiología vegetal .Lima, Perú.
  •  Lincoln, T. y Zeiger, E. (2006). Fisiología vegetal. Los Ángeles, USA. Third edición.
  • Johannes, W. (1975). Reacciones fotosintética a bajas temperaturas. the University of California USA. Editorial Springer USA.

CUESTIONARIO 1

  1. ¿Qué diferencia existe entre espectro de absorción y espectro de acción de la fotosíntesis? Grafique

[pic 8]

Un espectro de absorción es estudiado por cada sustancia en determinados laboratorios, muestra una fracción de la radiación electromagnética incidente que un material absorbe dentro de un marco de frecuencias. A diferencia de los espectros de acción, que son aquellos que registran gráficos de la eficiencia de la radiación electromagnética para producir una reacción fotoquímica, comparándola con la longitud de onda de la radiación utilizada.

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