¿Cómo se interpreta un barrido en un carril del gel de electroforesis?

¿Cómo se interpreta un barrido en un carril del gel de electroforesis?

1. Determina qué carril contiene la "escalera" estándar de ADN. Estos son fragmentos de longitud conocida, su distancia de migración se puede utilizar para determinar el tamaño de los fragmentos de muestra.
2. Utilizando una regla, mide la distancia en la imagen de los pocillos hasta el colorante derastreo, que habrá recorrido más allá de cualquiera de las bandas de ADN (en otras palabras, será en la parte inferior del gel). Anota este número; las unidades que utilices no son importantes.
3. Mide la distancia de los pozos en la imagen de cada una de las bandas de la "escalera" y luego divide esa distancia por la distancia recorrida por la banda del colorante de seguimiento.
4. Introduce las movilidades relativas a tu programa de cálculo (Excel o cualquier otro programa similar que utilices), junto con el tamaño en kilobases de cada fragmento de la escalera. (El fabricante proporciona el tamaño de cada fragmento en las escaleras que suministra, por lo que ya debes tener esta información).
5. Haz el gráfico de los datos con la movilidad relativa en el eje X y el tamaño en kilobases en el eje Y.
6. Utiliza la función de línea de tendencia en tu hoja de cálculo para adaptar la ecuación a los datos. Esta ecuación debe ser una ecuación de energía (por ejemplo, x ^ -2) y debe ajustarse relativamente bien a los datos (R-coeficiente de al menos 0,9)
7. Revisa las bandas correspondientes a las muestras. Recuerda que los pequeños fragmentos de ADN que viajan más lejos a través del gel (de grandes fragmentos), por lo que los más cercanos a la tintura de seguimiento serán los más pequeños.
8. Mide la distancia desde los pozos al plásmido cortado e inserta bandas con tu regla. Divide esos números por la distancia recorrida por el colorante de rastreo, para encontrar la movilidad relativa de las inserciones y los plásmidos cortados.
9. Conecta la movilidad relativa de las inserciones y corta los plásmidos en la ecuación de tu programa de hoja de cálculo que fue calculado para ti. Este cálculo debe darte una estimación del tamaño de estos plásmidos.

¿Qué funciones cumple el buffer de carga Azul de bromofenol 2x?

La disolución de proteínas que se van a analizar se mezcla en primer lugar con SDS, un detergente aniónico que desnaturaliza las proteínas, eliminando sus estructuras secundaria y terciaria (pero sin alterar los enlaces disulfuro y además confiere una carga negativa a cada proteína en proporción a su masa).1 2 3 Sin SDS, las distintas proteínas que tienen masas moleculares similares migran de forma diferente debido a diferencias en la proporción carga/masa, ya que cada proteína tiene un punto isoeléctrico distinto. Si la electroforesis se realiza así, sin añadir SDS, se habla de PAGE nativa.

¿Cuál es la importancia de cargar controles positivos y negativos?

Los ácidos nucleicos ya disponen de una carga eléctrica negativa, que los dirigirá al polo positivo, mientras que las proteínas se cargan al unirse con sustancias como el SDS (detergente) que incorpora cargas negativas de una manera dependiente de la masa molecular de la proteína. Al poner la mezcla de moléculas y aplicar un campo eléctrico, éstas se moverán y deberán ir pasando por la malla del gel (una red tridimensional de fibras cruzadas), por lo que las pequeñas se moverán mejor, más rápidamente. Así, las más pequeñas avanzarán más y las más grandes quedarán cerca del lugar de partida.

¿Qué función desempeña el buffer 1X? (Tris-acetato-EDTA)

Se utiliza como un tampón de desarrollo y en gel de agarosa. [3] Su uso en gradiente de desnaturalización de electroforesis en gel de métodos para el análisis de mutación de amplio rango también se ha descrito. [4] TAE se ha utilizado a diversas concentraciones para estudiar la movilidad de ADN en solución con y sin cloruro de sodio . [5] Sin embargo, altas concentraciones de cloruro de sodio (y muchas otras sales) en una muestra de ADN retardar su movilidad. Esto puede dar lugar a interpretaciones incorrectas del patrón de bandas de ADN resultante.

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