ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA DE LA AMILASA SALIVAL

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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR

FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES

INGENIERÍA AMBIENTAL

BIOQUÍMICA AMBIENTAL

“ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA DE LA AMILASA SALIVAL”

Docente: Vélez Azañero, Armando Jesús

2020-I

1. INTRODUCCIÓN

El ciclo vital es posible gracias al metabolismo, en el cual se generan una serie de reacciones bioquímicas que se efectúan con más eficacia gracias a la catálisis biológica; reacción en la que actúan compuestos denominados enzimas (Bohorquez, J; Morales, J & Devia, D., 2017). Las cuales poseen una forma globular; formadas por una o más cadenas polipeptídicas y son de naturaleza proteica, actúan controlando la naturaleza de una reacción y la velocidad donde intervienen reacciones exergónicas y endergónicas (Nelson y Cox, 2009). El acoplamiento de dichas reacciones permite al organismo alcanzar un estado estacionario (Herrera, 1991). La enzimas se pueden clasificar en seis grupos según su tipo de reacción; el primero, las oxidorreductasas, que catalizan las oxidaciones y reducciones; las transferasas, del cual catalizan las transferencias de reacciones; las hidrolasas; las liasas;  isomerasas y por último las ligasas (Murray y Bender, 2013)

Como lo menciona Murray y Berner (2013) “la cinética enzimática es el campo de la bioquímica que se encarga de la medición cuantitativa de los índices de reacciones catalizadas por enzimas, y del estudio sistemático de factores que afectan estos índices. El análisis cinético puede revelar el número y orden de los pasos individuales mediante los cuales las enzimas transforman sustratos en productos” (p 70). Por ello, la reacción enzimática puede verse alterada por diversos factores que afectan la velocidad de esta misma; entre ellos destaca: la concentración de la enzima, la del sustrato, la del complejo enzima-sustrato, la del producto y la de los activadores e inhibidores, la fuerza iónica del medio, el ph y la temperatura ( Herrera 1991).

Las amilasas son enzimas que catalizan al azar la hidrólisis de enlaces glucosídicos -1,4 de polisacáridos como el almidón y el glucógeno, para producir maltosa, oligosacáridos de diferentes tamaños y cadenas mas o menos ramificadas llamadas dextrinas límite (Espinel,2009). Por otro lado tenemos a la α- amilasa  una enzima de naturaleza proteica con mayor concentración en la saliva, la cual es secretada por el páncreas y por glándulas salivales, ambas de carácter enzimático. (Kandra, 2000). A esta enzima se la encuentra vertida en la cavidad bucal, su acción es limitada por el tiempo tan corto que los alimentos transitan en la boca (García et al, 2012). Los productos de su acción son: maltosas, maltotriosas, isomaltosas y dextrinas (Quesada, 2007).

La α-amilasa salival humana (AASH) cumple un papel importante en la digestión inicial de almidón, glucógeno y otros polisacáridos ya que cataliza la hidrólisis de los enlaces α-1,4-glucosídicos (Lamby, Gómez y Jaramillo, 2013).El nombre químico de la α-amilasa salival humana es α-1,4-D-glucano glucanohidrolasa cuya configuración numérica es  EC (Enzyme comission) 3.2.1.1 clasificandolo asi dentro del grupo de las enzimas como una hidrolasa, dicha configuración numérica fue asignada por la Unión Internacional de Bioquímica y Biología Molecular (IUBMB) que clasifica las enzimas según la naturaleza de las reacciones químicas que estas catalizan (Voet, D., Voet J y Pratt, 2009).Para que sea provechoso para el cuerpo humano, es necesario degradar previamente la glucosa del almidón. La saliva humana contiene entre 0 y 3 mg/ml de una enzima llamada amilasa, capaz de romper los enlaces que unen las moléculas de glucosa en el almidón (Heredia, 2017).En base a la importancia de la actividad de la α-amilasa salival humana (AASH) en la actividad digestiva se han generado estudios que han analizado su rendimiento. Uno de ellos fue en la Universidad Mayor de Nariño, Colombia, en la que se evidencia la actividad de dicha enzima expuesta a factores de estrés como la temperatura, el pH, cambios en la concentración e iones de metales pesados (Acosta, Rivera y Sarchy, 2019).

También en la Universidad Mayor de San Marcos se realizó el análisis de la variación de la actividad de la enzima α-amilasa salival humana (AASH), frente al estrés ocasionado por la realización de una prueba académica por parte de los estudiantes de la Facultad de Odontología. El estudio tuvo como muestra 30 estudiantes. Las muestras fueron tomadas 4 horas antes de la prueba académica y luego a 7 días después de la misma. La actividad de alfa amilasa salival se determinó mediante un ensayo de tipo cinético de la marca comercial Wiener lab. Este se basa en la hidrólisis del sustrato 2-cloro-pnitrofenil-α-D-maltriosido por la alfa amilasa presente en la muestra para producir 2-cloro-p-nitrofenol el cual se determina espectrofotométricamente a 405 nm. Los resultados mostraron un aumento en la actividad de alfa amilasa antes de la prueba académica y que existe una disminución después de la prueba. El estudio demuestra que el estrés psicológico influye significativamente en el aumento de la actividad enzimática de la AASH (Romero, 2018) .

Del mismo modo, la actividad enzimática de la alfa amilasa salival puede ser inhibida al ingerir ciertos tipo de alimentos como leguminosas, cereales, frutas, como el haba (Vásquez, 2009), el trigo (Reig-Otero, 2018) y la fresa (Sosa,M., et al., 2002). en el caso del haba se realizó un estudio centrado en demostrar el efecto inhibitorio del extracto acuoso de la cáscara y la vaina de Vicia faba sobre la alfa amilasa salival in vitro. El método consistió en el análisis cualitativo del sustrato no transformado (almidón) mediante la reacción con yodo, para lo cual se prepararon un grupo patrón donde se observaba la reacción yodo-almidón, grupo control que contenía las condiciones adecuadas para la acción de la enzima y los grupos experimentales que contenían, además del almidón, el extracto acuoso en diferentes concentraciones (0.5, 1 y 2ml) (30 tubos, un sistema de 10 tubos para cada concentración de extracto de cáscara y vaina de habas). los resultados mostraron una inhibición ascendente de la actividad enzimática en función a la mayor concentración del extracto acuoso. El estudio también utilizó el método cuantitativo de Folin Wu obteniendo resultados similares; en ambos el efecto inhibidor fue significativo.

El objetivo de la práctica es determinar la actividad enzimática de la amilasa salival sobre el almidón respecto al tiempo.  

1. MATERIALES Y MÉTODOS

Materiales

      Para realizar la experiencia de análisis cuantitativo de amilasa salival  se necesitó 50 ml de suero fisiológico, una botella de 1L de agua de mesa, 20 g de chuño, 3 jeringas de 5ml, vasos descartables de 2 y 6 oz., 1 taza de porcelana y 2 cucharas pequeñas.

           Diseño de la investigación

    El diseño es experimental, realizado en casas de San Luis, Villa el Salvador y Chorrillos por alumnos de la Universidad Científica del Sur, quienes prepararon los materiales necesarios en marco de la realidad nacional en fase de cuarentena.  Basado en la extrapolación de un experimento de laboratorio que es adaptado a un sistema casero de productos muy accesibles. El experimento se dio preparando las soluciones en vasos descartables, para luego hacer 6 muestras, consecuenciando en la agregación de alcohol yodado que simularía el Lugol y estaría encargado de identificar mediante colorimetría el almidón que aún no ha sido digerido.

           Método

      La metodología que se realizó  primero fue, llenar, aproximadamente, el 80% del volumen de la taza con agua de mesa y calentarla en el microondas  por 2-3 min. Luego, agregar 1 cucharadita de chuño y disolverlo bien (agregar de a pocos). Rotular la taza como solución de almidón al 1% (Flujograma 1). Llenar a la mitad, un vaso de plástico de 6 oz., con agua de mesa. Con esa agua, enjuagarse la boca por 4-5 segundos y devolverla al vaso. Rotular el vaso como muestra enzimática (Flujograma 2).

        En un vaso nuevo de 6 oz. agregar, con jeringas diferentes, lo siguiente: 15 ml de la solución de almidón, 15 ml de agua de mesa y 20 ml de suero fisiológico. Rotular como solución de trabajo (Flujograma 3). En 7 vasos de 2 oz, rotular a cada uno como t0, t1, t2, t4, t6, t8, t10. Luego, agregar a cada vaso 7 ml de agua de mesa. Con la jeringa que usamos para el agua de mesa, extraer de la solución de trabajo 4 ml y colocarlo al vaso t0. Posteriormente con la jeringa que usamos para el suero fisiológico, agregar 1,5 ml de la muestra enzimática a la solución de trabajo. Con la jeringa que usamos para el agua de mesa, agregar 4 ml de la solución de trabajo al vaso t1, t2, t4, t6, t8, t10 según lleguen al minuto 1, 2, 4, 6, 8 y 10 respectivamente. Calentar el vaso de la solución de trabajo con la mano durante el procedimiento. Finalmente, agregar 3 gotas de alcohol yodado a los 7 vasos de 2 oz. Si no se percibe ningún cambio, agregar 3 gotas más (Flujograma 4).

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