Guía De Laboratorio

PRÁCTICA 8

FOTOSÍNTESIS OXIGÉNICA EN EUCARIOTES

I.ELPROBLEMA

En esta práctica se va a realizar una serie de experimentos para observar cómo la disponibilidad de CO2 y la intensidad de la luz afectan tanto el catabolismo cuyo producto es el O2, y las tasas anabólicas, representadas en la síntesis de almidón. También se va a hacer uso de un procedimiento simple para la separación de pigmentos, denominado cromatografía en capa fina.

II. FUNDAMENTO TEÓRICO

Se entiende por fotosíntesis la capacidad que tienen algunas bacterias, eucariotes unicelulares y pluricelulares (plantas y algas), de capturar energía de la luz para impulsar la producción de ATP y la síntesis de moléculas orgánicas a partir de CO2. El O2 se forma como un producto de desecho de la fotosíntesis oxigénica cuando el agua se oxida para que el fotosistema II pueda recuperar los electrones cedidos al ser excitado por la luz. La fotosíntesis que no produce oxígeno, o anoxigénica, recupera electrones de otras sustancias diferentes al agua. Muchas bacterias realizan este último proceso, que fue el primero en evolucionar. Cuando prosperó la fotosíntesis oxigénica en bacterias, hace unos 2000 millones de años, la vida en la tierra cambio para siempre: el oxígeno comenzó a acumularse en la atmósfera. Todos los eucariotes que realizan esta vía metabólica la hacen oxigénica, gracias a que los plastos, los organelos donde se lleva a cabo este proceso en las células eucariotes, tuvieron su origen en bacterias fotosintéticas oxigénicas. En esta práctica se va a observar ese tipo de fotosíntesis en plantas verdes.

La mayoría de los pigmentos (sustancias que absorben la luz) que se encuentran en las plantas y algas pluricelulares se alojan en las hojas, que son los verdaderos órganos fotosintetizadores. Los pigmentos dentro de la hoja están ubicados en los plastos, llamados cloroplastos en las plantas verdes. El análisis de estos pequeños orgánulos muestra que su composición química es del 50% de agua, 25% de proteínas (importante la ferredoxina), el 15% de lípidos, clorofilas 3% y carotenoides 2%, además de coenzimas receptoras de hidrógeno, nucleótidos, ADN y ARN, citocromos (f y b6) y vitaminas (vitamina K).

Dentro de los pigmentos comunes encontramos las clorofilas y los carotenoides, siendo las primeras las más importantes en el proceso de producción de O2 y almidón. Hay muchos tipos de clorofila, las denominadas a, b, c y d y la bacterioclorofila; , categorización hecha con base en las modificaciones de la estructura química y su localización en diferentes organismos; por ejemplo, la clorofila a se encuentra en las algas pardas y la clorofila d en las rojas.

Los carotenoides, son útiles porque captan o reciben energía lumínica, pero para utilizarla debe ser transferida en otra forma de energía a las moléculas de clorofila. Los principales carotenoides pertenecen al grupo de los carotenos y las xantofilas. Los primeros tienen color amarillo - anaranjado y son liposolubles. Los segundos se derivan de los carotenos por reacciones de oxigenación y en general son de color amarillo o naranja

Fuera del cloroplasto, existen disueltos en el líquido celular los antocianatos un grupo de pigmentos en cuya estructura se presentan carbohidratos como la galactosa, presentando una gama de colores rojos, violeta y púrpura cuya característica principal para efectos de separación es la de ser solubles en agua.

Cromatografía de reparto. Es una técnica analítica en donde la sustancia que se quiere separar de extrae de una fase líquida móvil y es retenida en una fase sólida. El fenómeno depende de la absorción por fuerza de Waals o puentes de hidrógeno, o de intercambio de iones. El experimento puede realizarse en papel o con capas finas previamente preparadas.

Durante la cromatografía en capa fina, la absorción desempeña una función tan importante como el propio reparto. Todos estos métodos de cromatografía pueden clasificarse como en columna o en capa fina, siendo la que se realiza en papel un caso particular de la segunda, pues el papel puede considerarse como una delgada película de largas fibras de celulosa. El método de la cromatografía en capa fina consiste en utilizar un absorbente (acetato de celulosa, sílica gel, tierra de diatomeas, etc), que en ocasiones se debe activar. La gota de la mezcla a separar se aplica en un punto inicial conocido. La placa se coloca en una cámara cromatográfica cerrada, junto con un sistema de solvente adecuado. Por fenómenos capilares, el solvente recorre la capa estacionaria y separa los componentes de la muestra en un cierto número de manchas. Después de la separación, se secan las placas y se identifica cada mancha, bien sea por el color visible a la luz diurna, o bien sea después de volverlas visibles por adición de ciertos reactivos o por otros medios, por ejemplo la exposición a la luz ultravioleta.

III. CUESTIONARIO PARA EL PREINFORME

1. Qué es un fotótrofo? Cuántos tipos de fotótrofos existen?. Dé ejemplos de cada uno.

2. Qué son los pigmentos fotosintéticos y para qué les sirven a los fotótrofos?

3. Qué es un autótrofo? Tiene lógica que un fotótrofo sea autótrofo?

4. Qué reacción ocurre con el bicarbonato de sodio cuando se coloca en agua?

5. De qué color va a ser la solución de bicarbonato de sodio cuando se le agregue fenolftaleína? Por qué?

V. MATERIALES Y REACTIVOS

Material de Prueba

• Elodea

• Hojas verdes y amarillas de la misma especie de planta

• Dos hojas frescas de geranio expuestas a la luz

• Dos hojas frescas de geranio cubiertas durante cinco días en papel aluminio.

• 2 g de hojas frescas de la planta ornamental: “pompadú” Coleus blumei

Material por grupo

• 4 beaker de 600 ml 1 Mortero – pistilo

• 1 probeta de 1000 ml 1 Cápsula de porcelana

• 1 probeta de 5 ml 1 Pinzas para cápsula

• 1 agitador 1 Espátula

• 2 embudos medianos de vidrio 1 Tubo para centrífuga

• 2 beakers de 100 ml 2 Goteros

• Papel filtro 1 Pipeta de 10 ml

• Arena lavada 1 Probeta de 10 ml

• 2 beakers de 500 ml Papel de aluminio

• 2 cajas de petri Capilares

1 Varilla de vidrio

Placa de silica gel de 10 cm X 7 cm (1)

Placa de celulosa de 9 cm X2,5 cm (1)

Frasco de mayonesa mediano 1

Vaso de precipitados de 2000ml 1

Frasco de mayonesa pequeño 1

Reactivos

Solución de bicarbonato al 2 % Solventes para extracción:

Fenolftaleína Metanol

Agua destilada Éter de petróleo

Lugol

Etanol al 96% Solventes para fase móvil:

Acetona: éter de petróleo (1:3)

Éter etílico: éter de petróleo (2:1)

Butanol: acetona: ácido acético: agua ( 35: 35:20:10)

Equipos

Centrífuga y plancha de calentamiento

V. PROCEDIMIENTO

Primer montaje

Lea los procedimientos, sus respuestas al cuestionario y dele un título a este montaje.

1. Marque y prepare uno de los cuatro beakers de 600 ml según la tabla 1

2. Agregue 12 gotas de fenolftaleína a su beaker y mezcle con el agitador.

3. El monitor cortará pedazos de 2 a 6 cms de la parte terminal de elodea y le entregará un pedazo a cada grupo. Todos los cortes deben ser similares en cuanto al estado y cantidad de las hojas.

4. Coloque el corte de elodea en el fondo del beaker.

5. Cúbrala completamente con el embudo invertido. Ninguna parte de la elodea debe quedar bajo los bordes del mismo

6. Coloque sobre el vástago del embudo una probeta de 5 ml invertida y llena de agua destilada (siga las instrucciones su profesor(a). No debe quedar burbujas en la probeta. Si se observa alguna, sáquela con cuidado sin derramar el agua, y vuelva a intentarlo.

7. Coloque rápidamente el montaje en las condiciones de luz que le correspondan. Registre el tiempo cero.

TABLA 1

CONTENIDO DEL BEAKER CONDICIÓN

1. 580 ml de solución de bicarbonato (NaHCO3) Luz natural, junto a una ventana.

2. 580 ml de solución de bicarbonato (NaHCO3) Luz de lámpara. La elodea (no el borde del beaker) debe quedar a 35 cms de la lámpara.

3. 580 ml de

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