Efecto sobre el crecimiento de plántulas expuestas a un contaminantes

        UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE NUEVO LEON[pic 1][pic 2]

FACULTAD DE AGRONOMIA

Unidad de aprendizaje: Biorremediación

Docente: Dra. Julia Mariana Márquez Reyes

Evidencia: Efecto sobre el crecimiento de plántulas expuestas a contaminantes

 Nombre Alumna: Paola Sosa Jaramillo

Matricula:1257312                                                 Grupo: B7A

Escobedo NL a 25 de abril del 2017

Práctica 5

Efecto sobre el crecimiento de plántulas expuestas a contaminantes

La utilización de agua para riego es insustituible por lo cual sin importar su procedencia (superficial, subterráneas, tratada, sin tratar) es empleada para producir cultivos para consumo humano o animal. Sin embargo, está puede contener una amplia gama de contaminantes como lo son los metales pesados y colorantes. Los cultivos que entran en contacto con los contaminantes pueden llevar a bioacumularlo y en algunos casos por consecuencia biomagnificarse.

Los altos niveles de metales pesados como plomo, níquel, cadmio y manganeso, presentes en suelos y agua negra, utilizada para riego agrícola radican principalmente, en que pueden ser acumulados en estos sistemas importantes para la agricultura. Por su carácter no biodegradable, la toxicidad que ejercen sobre los diferentes cultivos y su biodisponibilidad, puede resultar peligrosos.

Actualmente existen estudios inclinados a resolver la contaminación originada por metales pesados en suelos, mediante estrategias basadas en el uso de plantas que tienen la propiedad de acumular metales pesados; proceso denominado “fitorremediación” el cual consiste en la remoción, transferencia, estabilización y/o degradación y neutralización de compuestos orgánicos, inorgánicos y radioactivos que resultan tóxicos en suelos y agua.

La fitorremediación no es un sencillo remedio o receta que sea aplicable para todos los suelos contaminados, antes de que esta tecnología pueda volverse técnicamente eficiente y económicamente viable, hay algunas limitaciones que necesitan ser superadas. Por ejemplo, sus mecanismos tanto moleculares, bioquímicos y fisiológicos, son pocos conocidos e insuficientemente entendidos; sin embargo, a pesar de esto, un gran número de plantas definidas como hiperacumuladoras, todavía pueden darse a conocer e identificarse.

Los ensayos de fitotoxicidad con semillas germinadas son simples, versátiles y útiles para evaluar la toxicidad de aguas, sedimentos y muestras de suelo, las tres características más importantes de los ensayos con plantas terrestres, es que se les puede usar con muestras coloreadas o turbias, en ensayos estáticos, semiestáticos y de flujo continuo, y con un mínimo costo de mantenimiento en el laboratorio

Algunas especies de plantas tienen ventajas sobre otros organismos biológicos, como, por ejemplo, el poder almacenarse en forma de semilla por un año o más; costos de mantenimiento mínimos; las muestras no requieren aireación; muestras con altas turbiedades no requieren filtración adicional y las pruebas se pueden llevar a cabo sin ajuste de pH, por lo tanto, esta práctica esta está enfocada en observar que es lo que ocasiona un colorante en semillas germinadas con dicho compuesto para poder determinar que tanto afecta el desarrollo de estas.

Materiales

Papel filtro

Cajas Petri

Semillas de espinaca mostaza

Colorante negro pamanil

Piseta

Cloro

Papel aluminio

Pipetas volumétricas

Tijeras

Vernier

Balanza analítica

Papel secante

Pinzas

Procedimiento

1. Se someterán las semillas a un proceso de pre-tratamiento para evitar la proliferación de hongos u otro tipo de organismos que mermaran la viabilidad de las semillas. Se colocaron en metanol 100% por 1 min (este paso se evitó), seguido por una inmersión en hipoclorito al 5% por 10 min, transcurrido el tiempo se lavaron con abundante agua destilada y fueron secaron a temperatura ambiente para finalmente ser guardadas en un recipiente plástico para su posterior uso.  

2. Se colocarán 15 semillas por tratamiento (considere triplicado) incluyendo el blanco, sobre un papel filtro y se humedecerán con agua o las soluciones contaminantes según sea el caso. En este caso procedimos a utilizar 5ml de colorante negro pamanil a cada caja Petri, las cuales ya tenían dentro el papel filtro con las respectivas semillas

3. A todas las soluciones preparadas se les determinará el pH

4. Serán resguardadas en completa obscuridad a 25± 2°C por 3 días y posteriormente se destaparán todas las cajas y se colocarán a luz ambiental por 4 días más. Las cajas destapadas deberán ser irrigadas con 5ml de solución dos veces por día para evitar que se evapore por completo la solución y la plántula muera.

En este caso continuamos el día martes 21 de marzo y miércoles 22 añadimos 5ml de colorante y agua según el caso, procedimos a poner las plántulas en el laboratorio de hidroponía donde estas se encontraban con luz controlada y temperatura, lo cual no fue de mucha ayuda para las que utilice, para el día jueves 23 se decidió que se pondrían 8ml a cada caja Petri, ya que algunas de las plántulas ya se estaban secando

5. Transcurrido el tiempo se determinará el porcentaje de germinación y la longitud radicular de las plántulas utilizando las siguientes formulas:

%G= control –tratamiento/ control

% Elongación radicular (o cotiledones) = Longitud control – longitud tratamiento/ longitud control

6. Realice el análisis estadístico correspondiente a sus muestras, calcule promedios, medias, prueba de normalidad y prueba de ANOVA

Resultados

Porcentaje de germinación y porcentaje de elongación radicular, salió negativo por el hecho de que el crecimiento de la raíz fue muy poco a igual que los pesos              [pic 3]

Tabla 1. Semillas germinadas por día

Las semillas se pusieron en las cajas Petri el día viernes 17 de marzo y se dejaron en una caja a plena obscuridad, como fue fin de semana y el lunes fue día festivo se procedió con la practica el día 21 de marzo y se terminó el día viernes 24, las semillas germinadas se muestran a continuación

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