ESTUDIO CITOQUIMICO DEL LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO

ESTUDIO CITOQUIMICO DEL LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO

El líquido cefalorraquídeo (LCR) o más correctamente líquido cerebroespinal (LCE), es un líquido incoloro, que baña el encéfalo y la médula espinal, generado por las células ependimales de los plexos coroideos del tercer y cuarto ventrículo cerebral por filtración capilar y transporte activo. Circula por el espacio subaracnoideo, los ventrículos cerebrales y el canal ependimario sumando un volumen entre 100 y 150 ml, en condiciones normales. Su estudio es determinante en las infecciones meníngeas, carcinomatosas, y hemorragias.

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Examen Físico

1. Volumen: Medir el volumen de la muestra utilizando una jeringa o una pipeta graduada
2. Aspecto: Observar y anotar aspecto y color que presenta el LCR

1. Normalmente se debe observar como un líquido incoloro e inodoro (agua de roca).
2. Hay una coloración si hay presencia de sangre o de bilirrubinas.
3. Puede encontrarse turbio debido al aumento del no. De células o por presencia bacteriana.
4. Red fibrinosa causada por M. tuberculosis

1. Coagulación: Determinar la presencia o ausencia de coagulación.

1. Meningitis purulenta, la meningitis por M. tuberculosis es menos invasiva y más tardia.

Examen Químico

1. Proteínas Totales: Se basa en la precipitación de las proteínas con Ac. Sulfosalicilico al 3% y la comparación turbidimetrica con solución patrón de albumina.  

Reactivos:

• Ácido Sulfosalicilico 3%
• Solución patrón de albúmina de 30 mg/dL

Método

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Cálculos

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Valores de Referencia

15-45mg/dL

1. Glucosa: Ver DETERMINACION CUANTITATIVA DE GLUCOSA IVD

1. Valores de Referencia: 60-70% del valor de glicemia

1. Cloruros: Ver DETERMINACION CUANTITATIVA DE ION CLORURO IVD

1. Valores de Referencia: 95-110mEq/L

1. LDH: Ver DETERMINACION CUANTITATIVA DE LDH

1. Valores de Referencia: Hasta 200 U/L

Examen Citológico o Microscópico

1. Conteo leucocitario

1. Llenar la cámara de Neubauer solo en un lado. (capilar)
2. Contar los leucocitos que se observen en los 16 cuadros de la cuadricula señalada. (Deben de ser 2 cuadrantes, observando con el objetivo 40x).
3. Si el conteo se es muy complicado por una gran cantidad de Leucocitos se procede a hacer una dilución 1:20 (normalmente se hace a todas las muestras) en SSF (Solución salina fisiológica). Si aún no se distinguen se hace una dilución 1:50.
4. Cálculos:  [pic 4]

1. N = Numero de leucocitos
2. 10 = Factor de corrección de cámara de Neubauer
3. 20 = Factor de dilución de muestra
4. No= Numero de cuadrantes

1. Reportar leucocitos (Si se encuentran eritrocitos se resta un leucocito por cada 750 eritrocitos).

1. Cuenta diferencial de leucocitos

1. En un tubo estéril, centrifugar el LCR a 1000 rpm por 5 min.
2. Decantar sobrenadante
3. Resuspender el sedimento y realizar un extendido en un portaobjetos
4. Dejar secar al aire y teñir con Wright o Giemsa
5. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100x)
6. Contar 100 celulas y establecer la diferenciación de leucocitos PMN (polimorfonucleares) y MN (mononucleares).

Examen serológico

VDRL O RPR: Para investigación de anticuerpos Anti Treponema pallidum en casos sospechosos de Meningitis por sífilis.

RPR

1. Colocar sobre la tarjeta de reacción 20µL  de reactivo (partículas de carbón sensibilizado)
2. Colocar a un lado una gota de 20µL de la muestra
3. Mezclar las dos gotas formando un circulo
4. Agitar la tarjeta por 2 minutos con movimientos rotatorios

En caso de que se observe aglutinación, se prepara una dilución 1:2 con 50 µL de la muestra y 50 µL de SSF, de esta dilución tomar 20 µL y repetir los pasos 1 al 4.

• Si resulta positiva la dilución 1:2 se procede a hacer una dilución 1:4 y si esta resulta positiva se sigue diluyendo hasta ya no observar aglutinación.
• Se reporta el último resultado donde se observó la aglutinación.

TINCION WRIGHT

• Colocar el frotis secado al aire sobre una rejilla o cubeta de tinción con la sangre hacia arriba.
• Cubrir completamente el portaobjetos o cubreobjetos con el colorante de Wright gota a gota. Dejarlo que permanezca en el frotis aproximadamente de 5-8 minutos, para fijar los glóbulos sanguíneos. El colorante deberá cubrir completamente el portaobjetos, pero no debe derramarse por los bordes. Deberá agregarse una cantidad adicional si éste se comienza a evaporar.
• Agregar directamente al colorante un volumen igual de amortiguador de Wright, para evitar la coloración débil. Esperar la formación de brillo metálico. Puede usarse de igual manera agua desionizada. Dejar actuar de 10-15 minutos.
• Lavar con agua en el chorro cuidadosamente hasta que la extensión presente un aspecto rosado al examinarlo a simple vista.
• Limpiar el dorso del portaobjetos con una gasa o algodón humedecido en alcohol para eliminar cualquier resto de colorante.
• Secar al aire y observar con el microscopio con el objetivo de inmersión.

RESULTADOS

• Los eritrocitos se observarán de color naranja o rosado.
• El citoplasma de los monocitos presentarán una tonalidad azul grisácea con gránulo rojizos bastante finos y sus vacuolas características. El citoplasma de los linfocitos presentará varias tonalidades azules.
• Los núcleos de los linfocitos y neutrófilos aparecerán de color púrpura oscuro. Los núcleos de los monocitos de color púrpura algo más claros (lila).
• Los gránulos de los eosinófilos son de color rojo-anaranjado intenso. Los gránulos de los basófilos púrpura azulado muy oscuro. Los gránulos de los neutrófilos se aprecian de color lila, bastante finos.
• Las plaquetas toman coloración violeta o púrpura.

TINCION GIEMSA

• Fijar el frotis con alcohol metílico de 3-4 minutos. En caso de que la preparación del colorante ya posea metanol, este paso queda obviado.
• Sumergirlo verticalmente en una solución de Giemsa preparada extemporalmente a partir de 1 volumen de la solución colorante más 9 volúmenes de solución tampón (pBs, pH 6.8) o bien en agua desionizada.
• Esperar durante 10-20 minutos.
• Lavar el frotis con abundante agua, directamente del chorro.
• Limpiar el dorso del portaobjetos con una gasa o algodón humedecido en alcohol para eliminar cualquier resto de colorante.
• Secar al aire y observar con el microscopio con el objetivo de inmersión.

RESULTADOS

• Los núcleos celulares se tornan violeta intenso.
• Es frecuente encontrar en el método de Giemsa que la granulación eosinófila no presenta la tonalidad rojo-anaranjada característica sino que presenta una tonalidad pardo rojizo. Esta dificultad puede prevenirse añadiendo una gota de fucsina fenicada por cada 10ml de alcohol metílico utilizado.
• Las granulaciones neutrófilas (lila) y los hematíes (rojo pálido) se tiñen mal; sin embargo, esta coloración permite diferenciar algunas formas de metamielocitos que pueden ser confundidos con los monocitos, pues el protoplasma de los monocitos queda de color azulado y el de los metamielocitos de color rosa.
• El citoplasma de los linfocitos presenta una tonalidad azul definida y sus núcleos violeta de intensidad variable.
• Los gránulos basófilos y las plaquetas se tiñen de color azul, no obstante éstas últimas presentan corpúsculos violetas internos.

BIBLIOGRAFIA

• Tincion de Wright y Giemsa. Consultado el 27 de abril de 2016 23:00Hrs en https://qbhematologia.files.wordpress.com/2011/08/prc3a1ctica-3.pdf
• Apuntes de clase
• Rojas Romero A. E., Gonzalez Martinez M. E., Camarillo Miranda A. L. (2016) Manual de prácticas de QUIMICA CLINICA. Universidad de Guadalajara pag 68-75

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