Procedimiento RIA Cortisoluria

Procedimiento RIA Cortisoluria:

1. Procedimiento

1. Rotule dos tubos como CT (Cuentas Totales), dos tubos como NSB (Blanco cero), dos tubos para cada calibrador (C0, C1….C6).
2. Rotule dos tubos por muestra (M1, M2…)
3. Dispense los reactivos en los tubos tal y como se muestra:

CT (Tubo plástico): 500μl de I radiactivo

NSB (Tubo plástico): 25μl de C0 + 500μl de I radiactivo

Calibradores C0, C1...C7 (Tubo del kit): 25μl de cada calibrador+ 500μl de I radiactivo.

Muestras (Tubo del kit): 25μl de muestra + 500μl de I radiactivo.

Nota: Al pipetear cada una de las muestras o controles en los tubos realícelo hasta el final del tubo, procure que el volumen dispensado no quede en las paredes del tubo. Esto podría alterar resultados debido a la sensibilidad del método.

1. Homogenice en la gradilla agitando suavemente.
2. Incubar a 37ºC por 45mins.
3. Decante el sobrenadante de los tubos. Menos los de CT
4. Una vez decantados SIN DARLE VUELTA a la gradilla, sosteniendo la base de la gradilla seque los tubos con ``golpes`` sobre una superficie plana con papel servilleta.
5. SIN DARLE VUELTA a la gradilla, con papel servilleta seque el exceso de sobrenadante que puede quedar en los extremos del borde de cada tubo.
6. Dispense 3ml de buffer a cada tubo. Menos los de CT
7. Decante el sobrenadante de los tubos. Menos los de CT
8. Una vez decantados SIN DARLE VUELTA a la gradilla, sosteniendo la base de la gradilla seque los tubos con ``golpes`` sobre una superficie plana con papel servilleta.
9. Mantenga los tubos vueltos para el secado sobre el papel servilleta por al menos 1 hora.

Nota: Puede mantener los tubos para el secado sobre servilleta hasta el día siguiente.

1. SIN DARLE VUELTA a la gradilla, con papel servilleta seque el exceso de sobrenadante que puede quedar en los extremos del borde de cada tubo.

Medir la actividad de cada tubo durante 60 segundos en el Contador Gamma.

Realizado por: Bryan Díaz Badilla.

Procedimiento RIA Cortisoluria:

1. Procedimiento

1. Rotule dos tubos como CT (Cuentas Totales), dos tubos como NSB (Blanco cero), dos tubos para cada calibrador (C0, C1….C6).
2. Rotule dos tubos por muestra (M1, M2…)
3. Dispense los reactivos en los tubos tal y como se muestra:

CT (Tubo plástico): 500μl de I radiactivo

NSB (Tubo plástico): 25μl de C0 + 500μl de I radiactivo

Calibradores C0, C1...C7 (Tubo del kit): 25μl de cada calibrador+ 500μl de I radiactivo.

Muestras (Tubo del kit): 25μl de muestra + 500μl de I radiactivo.

Nota: Al pipetear cada una de las muestras o controles en los tubos realícelo hasta el final del tubo, procure que el volumen dispensado no quede en las paredes del tubo. Esto podría alterar resultados debido a la sensibilidad del método.

1. Homogenice en la gradilla agitando suavemente.
2. Incubar a 37ºC por 45mins.
3. Decante el sobrenadante de los tubos. Menos los de CT
4. Una vez decantados SIN DARLE VUELTA a la gradilla, sosteniendo la base de la gradilla seque los tubos con ``golpes`` sobre una superficie plana con papel servilleta.
5. SIN DARLE VUELTA a la gradilla, con papel servilleta seque el exceso de sobrenadante que puede quedar en los extremos del borde de cada tubo.
6. Dispense 3ml de buffer a cada tubo. Menos los de CT
7. Decante el sobrenadante de los tubos. Menos los de CT
8. Una vez decantados SIN DARLE VUELTA a la gradilla, sosteniendo la base de la gradilla seque los tubos con ``golpes`` sobre una superficie plana con papel servilleta.
9. Mantenga los tubos vueltos para el secado sobre el papel servilleta por al menos 1 hora.

Nota: Puede mantener los tubos para el secado sobre servilleta hasta el día siguiente.

1. SIN DARLE VUELTA a la gradilla, con papel servilleta seque el exceso de sobrenadante que puede quedar en los extremos del borde de cada tubo.

Medir la actividad de cada tubo durante 60 segundos en el Contador Gamma.

Realizado por: Bryan Díaz Badilla.

Procedimiento RIA Reninas:

Día 1

1. Preparación de reactivos:

1. Isotopo Radioactivo Renin: Listo para usar (4ºC para mantener).
2. Reactivo de separación Renin: Listo para usar. (4ºC para mantener).
3. Tampón de generación Renin pH 6,0: Listo para usar. (4ºC para mantener).
4. Inhibidor enzimático: Listo para usar. (4ºC para mantener).
5. Calibrador 0`: Reconstituir con 2ml de agua destilada.
6. Calibrador 1-7: Reconstituir con 2ml de agua destilada.

NOTA: Una vez reconstituidos se pueden congelar y descongelar una sola vez. Si desea aprovechar los calibradores puede hacer diferentes alícuotas para utilizarlas en diferentes corridas.

1. Antisuero: Reconstituir con 12,5ml de agua destilada. (Congelar ≈20º para mantener).

1. Preparación de muestras:

1. Preparar dos baños maría uno en refrigerador a ≈5ºC y otro a 37ºC.
2. Generar Angiotensina I

1. Por cada muestra y control dispensar 1ml en tubos de plástico.

Nota: Se utiliza el control de BIORAD los niveles 1 y 3

1. Agregar 10μl de inhibidor a cada tubo plástico de muestra o control.
2. Agregar 100μl de buffer pH6,0 a cada tubo plástico de muestra o control.
3. Mezclar cada tubo con Vortex.
4. De cada tubo de muestra o control tratado sacar cuatro alícuotas de 100μl en tubos de plástico. Rotular dos como 4ºC y dos como 37ºC.
5. Incubar dos de las alícuotas en baño maría en refrigerador a ≈5ºC y las otras dos alícuotas a 37ºC, por 90minutos.
6. Durante el tiempo de incubación rotule: dos tubos como CT (Cuentas Totales), dos tubos como NSB (Blanco cero), dos tubos para cada calibrador (C0, C1….C7)
7. Dispense los reactivos en los tubos tal y como se muestra:

CT: 100μl de I radiactivo

NSB: 200μl de C0 + 100μl de I radiactivo NO DISPENSAR ANTISUERO

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