Manual De Mictro

UNIVERSIDAD MICHOACANA DE SAN NICOLÁS DE HIDALGO

ESCUELA DE ENFERMERÍA Y SALUD PÚBLICA

MANUAL DE MICROBIOLOGIA Y PARASITOLOGIA

Aprobado por el H. Consejo Universitario el día 28 de Septiembre de 2009.

MORELIA, MICH., SEPTIEMBRE DE 2009.

DIRECTORIO

UNIVERSIDAD MICHOACANA DE SAN NICOLÁS DE HIDALGO

RECTORA.

DRA. SILVIA MA. CONCEPCIÓN FIGUEROA ZAMUDIO.

SECRETARIO GENERAL.

DR. RAÚL CÁRDENAS NAVARRO.

SECRETARIO ACADÉMICO.

DR. BENJAMÍN REVUELTA VAQUERO

SECRETARIA ADMINISTRATIVA.

MEyAS. AMALIA ÁVILA SILVA

CONTRALOR.

LIC. IGNACIO BENJAMÍN CAMPOS EQUIHUA

TESORERO.

C.P. HORACIO GUILLERMO DÍAZ MORA

SECRETARIO AUXILIAR.

LIC. HUMBERTO URQUIZA MARÍN.

ABOGADO GENERAL.

LIC. JUAN JOSÉ GONZÁLEZ HERNÁNDEZ

SECRETARIA DE DIFUSIÓN CULTURAL.

MTRA. MA. DEL ROSARIO ORTÍZ MARÍN.

ESCUELA DE ENFERMERÍA Y SALUD PÚBLICA

DIRECTORA.

MEyAS. MA. TERESA MALDONADO GUIZA.

SUBDIRECTORA.

LE. MA. DE LA LUZ SÁNCHEZ PLAZA.

SECRETARIA ACADÉMICA.

LEO. GLORIA DEL CARMEN HERNÁNDEZ GONZÁLEZ.

SECRETARIA ADMINISTRATIVA.

LEO. MAURILIA ROSALÍO ASCENCIO.

INDICE DE PRÁCTICAS

Página

Práctica No 1 Manejo y uso del microscopio óptico compuesto……. 11

Práctica No 2 Empacado del material y esterilización………………. 16

Práctica No 3 Preparación de medios de medios de cultivo……… 24

Práctica No 4 Sembrado en placa de microorganismos del medio

Ambiente………………….. …………………………….. 32

Práctica No 5 Aislamiento de bacterias mediante el método

sembrado en placa por estrías…………………………... 38

Práctica No 6 Tinción de Gram………………………………………….. 47

Práctica No 7 Aislamiento e identificación de hongos ambientales . 54

Práctica No 8 Prueba de susceptibilidad antimicrobiana………….... 57

Bibliografía. ……………………………………………………………… 64

RECOMENDACIONES GENERALES.

1.- La hora de entrada tendrá 10 minutos de tolerancia, después de este tiempo, no se permitirá al acceso al laboratorio.

2.- Al entrar al laboratorio, el alumno deberá ponerse la bata y abotonarla completamente, sólo podrá quitársela al salir de éste.

3.- Las mesas deberán estar siempre limpias y desocupadas.

4.- No comer ni fumar en el laboratorio, no introducirse ningún objeto a la boca.

5.- Recogerse el pelo para efectuar el trabajo de laboratorio.

6.- Limpiar y desinfectar el área de trabajo antes y después de usarla.

7.- No pasear entre las mesas del laboratorio.

8.- Hablar sólo lo necesario con los compañeros.

9.- Días antes de iniciar la práctica lea cuidadosamente que es lo que se va a realizar, si no entiende pregunte al profesor.

10.- Si hay necesidad de llevar material biológico para la realización de la práctica, es necesario conseguirlo de lo contrario la practica se suspenderá para todo el equipo.

11.- El asa utilizada para el cultivo de microorganismos deberá esterilizarse en la flama del mechero, antes y después de su uso.

12.- Informe al profesor de cualquier accidente que ocurra.

13.- En caso de derramar material que contenga microorganismos, cúbralo con fenol o benzal y deje actuar diez minutos. Avise al profesor.

14.- Todo el material que se va a incubar o desechar, debe colocarse en el sitio

indicado por el profesor.

15.- Etiquete todo el material que va a incubar con los siguientes datos: equipo, grupo, fecha, nombre del material e iniciales del nombre del alumno.

16.- Después de la incubación es necesario la esterilización del material para eliminar microorganismos que pudieran hacernos daño a nuestra salud.

17.- Lávese las manos con agua y jabón antes de salir del laboratorio.

18.- Es obligación de cada equipo entregar todo el material limpio.

FÓRMULA Y PREPARACIÓN DE REACTIVOS UTILIZADOS EN LAS DIFERENTES PRÁCTICAS.

1.- SOLUCIÓN DE AGUA OXIGENADA AL 10%

PREPARACIÓN:

Preparar antes de usarse. Colocar 1 ml de agua oxigenada en 9 ml de agua destilada.

2.- COLORANTE DE AZUL DE METILENO AL 5%

PREPARACIÓN:

Azul de metileno. 5.0 gr

Agua destilada. 100 ml

3.- REACTIVOS DE LA TÉCNICA DE GRAM

A) COLORANTE CRISTAL VIOLETA

FÓRMULA:

Cristal violeta 2.0 gr

Etanol al 95% 20 ml

Oxalato de amonio 0.8 gr

Agua destilada 80 ml

PREPARACIÓN:

1.- Disolver el cristal violeta en el etanol

2.- Disolver el oxalato en el agua

3.- Mezclar las dos soluciones.

B) SOLUCION DE LUGOL

FORMULA:

Yoduro de potasio. 10.0 gr

Agua destilada. 20.0 ml

Yodo metálico. 5.0 gr

Etanol cbp. 100.0 ml

PREPARACIÓN:

1.- Disolver el yoduro de potasio en el agua

2.- Agregar el yodo metálico y disolver

3. Aforar a 100 ml con etanol

C) SOLUCIÓN DE ALCOHOL - ACETONA

FORMULA

Acetona 1 Volumen

Etanol al 95% 2 Volúmenes

D) COLORANTE SAFRANINA

FORMULA

Safranina 0.5 gr

Agua destilada 100.0 m

PREPARACIÓN:

Disolver la safranina en aproximadamente 20 ml de agua, después aforara a 100 ml con más agua.

Práctica No 1

Fecha:____________________ Asistencia:___________

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO.

OBJETIVO:

El alumno reconocerá el microscopio compuesto, identificará cada una de sus partes y lo manejará correctamente para observar la posible presencia de microorganismos en muestras biológicas

MATERIAL.

Microscopio compuesto

Porta y cubre objetos

Palillo

Hisopo estéril

Solución salina NaCl al .85%

INTRODUCCION.

El microscopio es el instrumento más frecuentemente utilizado y el más útil en un laboratorio de microbiología, proporciona la amplificación o agrandamiento que nos permite ver organismos y estructuras invisibles a simple vista. Los microscopios permiten una amplia gama de amplificaciones, desde cien veces a cientos miles de veces.

Las dos categorías de microscopios disponibles son los microscopios ópticos y los microscopios electrónicos. Los microscopios ópticos utilizan un sistema de lentes ópticas y comprenden los microscopios de campo claro, campo oscuro, fluorescencia y contraste de fases. Los microscopios electrónicos emplean haces de electrones en lugar de ondas de luz para producir una imagen ampliada.

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO.

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas

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