PRÁCTICA NO. 3 TÉCNICAS DE FIJACIÓN PARA HELMINTOS

PRÁCTICA NO. 3

TÉCNICAS DE FIJACIÓN PARA HELMINTOS

Francisco Javier Iruegas Buentello

INTRODUCCIÓN

Debido a que los distintos grupos de helmintos presentan características morfológicas muy diferentes, los métodos de estudio que se aplican, varían con cada uno de ellos. Esto se aplica ya de entrada a las técnicas de fijación las que cambian inclusive entre parásitos del mismo grupo.

OBJETIVOS

1.- Conocer y aplicar las distintas técnicas de fijación para helmintos de acuerdo al grupo a que pertenecen (Conroy  y Armas de Conroy. 1987; Jiménez y cols., 1986; Thoesen, 1994 y Untergasser, 1989).

MATERIAL PROPORCIONADO POR:

El Laboratorio:

1.- Estereoscopio

2.- Placas de Vidrio

3.- Fijador AFA (Alcohol-Formol- Ácido Acético)

4.- Etanol 70%

5.- Eter

6.- Formol 2% y 5%        

7.- Agua oxigenada                        

El Alumno: 

1.- Bata limpia

2.- Portas y cubres        

3.- Cajas de Petri

4.-Etiquetas

5.- Frascos pequeños con tapón de rosca

6.- Frascos pequeños de boca ancha

7.- Parásitos encontrados en la disección anterior                

8.- Agujas de disección curvas                                                

MÉTODO

Monogéneos en branquias y piel:

1.- Continuando con la obtención de Monogeneos con formol 1:4,000, se revisa el sedimento y los parásitos se transfieren por una hora a AFA y luego a un frasco etiquetado con etanol 70%.

2.- Continuando con la obtención de Monogeneos en branquias grandes, los parásitos encontrados en el sedimento se transfieren a un frasco etiquetado con etanol 70%, para su procesamiento posterior.

Trematodos, Cestodos y Acantocéfalos:

1.- Se tienen los parásitos lavándose en la solución salina.

2.- los trematodos, cestodos y acantocéfalos se fijan directamente en formol 5% caliente, AFA caliente o agua casi a punto de ebullición.

3.- los cestodos es aconsejable colocarlos en un frasco de boca ancha lo suficientemente grande como para vaciarles 100 ml de formol al 4%, caliente.

4.- Los acantocéfalos antes de fijarlos se colocan en agua destilada de 15 minutos a una hora a fin de que evaginen la proboscis.

5.- Es conveniente aplanar ligeramente algunos ejemplares, lo que se hace colocando en  una caja de Petri un porta con una gota de solución salina, se cuida que el parásito este bien extendido, encima se coloca un cubre y se le agrega solución AFA o formol al 4% por un lado, absorbiendo por el otro con papel secante la solución, a fin de que penetre el fijador, se deja por 24 horas.

6.- Los parásitos así fijados se preservan en frascos etiquetados que contengan etanol 70% para su coloración posterior

Nematodos:

1.- Se tienen los parásitos lavándose en la solución salina.

2.- Se matan y estiran agregándoles agua o fijador caliente.

3.- Se pasan inmediatamente a frascos etiquetados con AFA o formol 10%

4.- Después de 24 horas se cambian a frascos etiquetados con etanol 70%.

Sanguijuelas:

1.- Se tienen los parásitos lavándose en la solución salina.

2.- Se colocan en una caja de Petri que contenga una solución de éter igual a 10 veces el volumen del espécimen, hasta que se relajen.

3.- Se fijan como los trematodos.

4.- Si presentan gran cantidad de sangre en su aparato digestivo, se le agrega al agua de lavado un poco de agua oxigenada y se lavan de nuevo.

5.- Algunas sanguijuelas pueden dejarse caer en agua o fijador caliente, quedándose en frascos etiquetados con el fijador por 24 horas, para cambiarlo por etanol 70%.

[pic 1]

Pez y branquias en formol 1:4000

[pic 2]

Parásitos vivos en solución salina y  parásitos muertos con formol caliente.

1.- En su Manual de Laboratorio haga esquemas rotulados de los parásitos vivos y fijados.

Monogeneos                                                Trematodos

Cestodos                                                Nematodos

Acantocéfalos                                        Sanguijuelas

CUESTIONARIO

1.- Consulte que otros fijadores se usan, así como sus ventajas y desventajas.

LITERATURA CITADA

Conroy, D. A. y G. Armas de Conroy. 1987. Manual de métodos de diagnóstico en ictiopatología con especial referencia a los salmónidos. FAO/Programa Cooperativo Gubernamental. GCP/RLA/075/ITA. Apoyo a las actividades regionales de acuicultura para América Latina. Documento de campo No. 4:22-23.

Jiménez G., F., L. Galavíz S., F. Segovia S., H. Garza F. y P. Wesche E. 1986. Parásitos y enfermedades del bagre. Publicación Técnica No. 1, Segunda Edición. FCB, UANL-FONDEPESCA. 239.

Thoesen, J. C. Editor. 1994. Suggested Procedures for the Detection and Identification of Certain Finfish and Shellfish Pathogens. 4th de. Version 1.

Untergasser, D. 1989. Handbook of Fish Diseases, T. F. H., Inc. 139-145.

LITERATURA CONSULTADA POR EL ALUMNO

NOTA.- La etiqueta debe contener los siguientes datos:

1.- Nombre científico del parásito

2.- Nombre científico del hospedero.

3.- Localidad

4.- Localización

5.- Fecha

6.- Número de la hoja de parasitoscopía.

PRÁCTICA NO. 4

TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE HELMINTOS

Francisco Javier Iruegas Buentello

INTRODUCCIÓN

La taxonomía en los parásitos se basa en la mayoría de los casos en características morfológicas presentes o ausentes; sin embargo, para observar dichas características es preciso colorear y transparentar los parásitos, debido a que en la mayoría de los casos, su cuerpo es opaco, dificultándose la observación.

OBJETIVOS

1.- Continuar con el procesamiento de los parásitos obtenidos en las prácticas anteriores.

2.- Conocer y aplicar las técnicas de rutina de coloración, transparentación y montaje de helmintos.

3.- Comparar los helmintos coloreados y sin colorear.

MATERIAL PROPORCIONADO:

El Laboratorio:

1.- Microscopio        

 2.- Estereoscopio

3.- Carmín Acético de Semichón

4.- Transparentadores

5.- Resina sintética neutra

6.- Hematoxilinas de Van Cleave y de Delafield        

7.- Pizetas con agua destilada, agua carbonatada, agua acidulada, etanol 70, 80, 90 y 100%, etanol 70% carbonatado y etanol 70% acidulado

El Alumno:

1.- Bata limpia

2.- 8 cajas de Petri

3.- Pipetas Pasteur y bulbos

4.- Portas y cubres

5.- Etiquetas

6.- Agujas de disección curvas

7.- Parásitos encontrados en la disección anterior

MÉTODO

Modificado de Meyer y Penner, 1962; Melvin y Brooke, 1971; Trujillo y cols., 2001.

Hematoxilina de Van Cleave o de Delafield:

1.- Los ejemplares se lavan en cajas de Petri con agua destilada por tres veces de 3-5 minutos c/u para eliminar el etanol 70%.

2.- Se colorean en una caja de Petri que contenga Hematoxilina de Van Cleave (15-60 minutos aprox.) o de Delafield (1 minuto aprox.).

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