Efectos de la alimentación con microalgas Chaetoceros calcitrans y Nannochloropsis gaditana, en el crecimiento larval de Tetrapygus niger

Efectos de la alimentación con microalgas Chaetoceros calcitrans y Nannochloropsis gaditana, en el crecimiento larval de Tetrapygus niger (Molina. 1782) (Echinodermata).

Integrantes: Mauricio Díaz, Alanis General, Selena Guerrero, Marco Ojeda & Benjamín Parra.

Asignatura: Cultivos Experimentales.

Profesora de la asignatura: Johanna Medellín.

Ayudante: Stephanie Barría.

Fecha de entrega: 18/07/2022.

Introducción:

Los equinoideos (erizos de mar) corresponden a una de las 5 clases pertenecientes al filo Echinodermata, donde también encontramos a las clases: Holothuroidea (pepinos de mar), Asteroidea (estrellas de mar), Ophiuroidea (ofiuras) y Crinoidea (lirios de mar). Estos organismos equinoideos se caracterizan por presentar un cuerpo globoso o discoidal, cuyo esqueleto tiene forma de caparazón globoso, con placas fusionadas entre sí y una gran cantidad de espinas que se encuentran articuladas en su exterior (Vargas 2012).

De acuerdo con Zamora & Stotz, 1993. El erizo negro, Tetrapygus niger (Molina. 1782) es una de las especies de equinodermos más comunes en la zona norte y central de las costas de Chile, la cual habita en aguas someras, desde el intermareal en sustratos rocosos o blandos hasta unos 40 metros de profundidad. Se distribuyen desde los 6°S hasta los 53°S en el estrecho de Magallanes.

Los equinoideos son herbívoros y entregan una gran eficiencia ecológica en los ecosistemas marinos de las zonas costeras en el mundo, su alimentación incide en las poblaciones algales tanto en ambientes intermareales como submareales. En este caso, Tetrapygus niger es un herbívoro con una alimentación más versátil, ya que puede consumir algas que están adheridas al sustrato rocoso o en la columna de agua. Según Navarrete et al. 2008, en su hábitat natural se alimentan preferentemente de algas pertenecientes al phylum Chlorophyta, como Codium, Chaetomorpha y Ulva; para el filo Phaeophyta, consumen algas Ectocarpales, Laminariales y Scytosiphonales; y por último las que consumen en menor cantidad son las algas del filo Rodophyta; por ejemplo, algas Gelidiales.

Los organismos de esta especie de equinoideos (T. niger), son dioicos y no presentan un dimorfismo sexual, por lo que su identificación sexual es compleja, es debido a esto que la forma más utilizada para averiguar su sexo es observando los gametos en el momento de su liberación, estos organismos presentan fertilización externa, lo que permite observar los gametos al ser expulsados por el organismo. Una vez liberados y fertilizados, estos continúan su ciclo de vida formando una blástula ciliada que permite el nado libre (Prat 2013). Una vez formado el huevo con la membrana de fertilización comienza su segmentación, en donde la formación de la gástrula toma una forma de cónica. Ya formado el primer estadio larval, llamado prisma, con el pasar de los días el organismo forma proyecciones, dando lugar a los brazos que permiten su alimentación, llegando a su estadio de larvas pluteus de cuatro brazos. Después de 16 días, llega al estado larval de equinopluteus, finalizando su desarrollo embrionario para posteriormente asentar y llegar a su estado de larva metamórfica (Bustos & Olave 2001), durante esta etapa de su vida las larvas se alimentan de microalgas disponibles en el medio, siendo de estas especies Chaetoceros calcitrans la más utilizada en cultivos de erizo (Bustos & Olave 2001), con base a esto hipotetizamos que diferentes tipos de dietas generan crecimientos diferentes en las larvas, para probar la hipótesis en este estudio se han aplicado diferentes técnicas de alimentación a Tetrapygus niger para determinar el impacto de las microalgas en el éxito de crecimiento y alimentación en larvas de Tetrapygus niger. Además, pretende evaluar las mediciones de crecimiento de las larvas, frente a la administración de la microalga Nannochloropsis gaditana y la especie de diatomea Chaetoceros calcitrans.

Materiales y Métodos: 

Área de estudio

Para la obtención y selección de los reproductores, se recolectaron mediante buceo en la Poza sur de la Facultad de Ciencias del Mar y Recursos Naturales, Montemar (32°57'24.9"S 71°32'59.3"W)

Materiales

• 4 bidones de agua de 5 L
• Tijeras
• 1 aireadores de doble salida
• 6 mangueras para aireación
• 4 llaves de paso
• 4 piedras difusoras
• Micropipeta de 1000 microlitros
• Micropipeta de 20-200 um
• Agua filtrada        1um
• 6 pipetas Pasteur de 3 ml
• 1 portaobjetos
• 1 placa Petri
•  Microalga verde: Nannochloropsis gaditana 
•  Diatomea: Chaetoceros calcitrans.
•  Lupa con ocular graduado
• Alcohol 96%
• Silicona multiuso
• Microscopio óptico Zeiss.
• Cámara de Neubauer.
• 3 tubos Falcon de 50 mL
• 6 tubos Falcon de 15 mL
• 11 vasos precipitado de 250 mL
• Pie de metro
• Jeringa con aguja

Inducción del desove

El cultivo de Tetrapygus niger se llevó a cabo en la Facultad de Ciencias del Mar y Recursos Naturales de la Universidad de Valparaíso entre los días 10 de junio y 13 de julio del mismo año. Posteriormente, fueron trasladados en baldes con agua de mar, para comenzar la etapa de inducción del desove y fecundación.

Las especies fueron depositadas en el sistema de RAS de la Universidad de Valparaíso durante 7 días, los cuales fueron alimentados con las macroalgas Lessonia berteroana, Lessonia spicata y Ulva lactuca (Figura 1). Un total de 11 erizos negros fueron utilizados en el proceso de desove. Se midió con un pie de metro, cada uno de ellos en valores de ancho y largo, luego de aquello los ejemplares fueron colocados individualmente sobre vasos precipitados, con el poro aboral en contacto con el agua previamente filtrada.

[pic 1]

Figura 1. Organismos de Loxechinus albus y Tetrapygus niger, ambientados en sistema RAS, de la Universidad de Valparaíso.

A cada uno de los individuos se le aplicó una inyección con solución de 3ml de KCl 0,5 molar intracelómica, directamente en la vía de membrana periostomal a la cavidad celómica. Si los erizos se encuentran maduros, la liberación de gametos es de inmediato a partir de unos minutos. Una vez desovados los erizos es posible diferenciarlos como hembras y machos gracias al color blanco de los espermios en caso de machos y color rojo oscuro o vinoso de los óvulos en el caso de las hembras. Las hembras se mantienen en desove constante durante aproximadamente 1 hora, no así los machos, los cuales al ser identificados fueron extraídos del vaso, siendo mantenidos en ambiente seco y fresco hasta el momento que se realizó la fertilización. Es importante destacar que este proceso no debe durar más de 2 horas para obtener rendimiento óptimo y procurar el no estresar a los organismos.

Cultivo larval

Incubadoras: Con bidones plásticos de 5 litros se buscó imitar el modelo de una incubadora tipo Woynarovich (Salcedo et al. 2011) o también conocida como incubadora de flujo ascendente (Vega et al. 2012). El proceso para realizar la incubadora consistió en cortar la parte inferior de los bidones, luego se perforaron las tapas plásticas con un taladro, el agujero resultante debe ser lo suficientemente ancho como para poder pasar una manguera de aire, luego se tapan los bordes por dentro y por fuera de la tapa con silicona multiuso para evitar goteras de agua, finalmente las mangueras se conectan a una bomba de aire eléctrica por la parte inferior de las tapas y por la parte interior se debe conectar el tubo a una piedra difusora de aire, con el objetivo de producir burbujas de tamaño moderado para que estas no maten a las larvas a cultivar.

El objetivo de esta incubadora es generar un flujo ascendente de aire que permita homogeneizar las larvas dentro del medio de cultivo, mientras que la zona superior de la incubadora, al quedar completamente abierta hacia el medio exterior, originará un cambio gaseoso que permitirá la oxigenación de la columna superior de agua y además facilitará la alimentación manual de las larvas.

Las larvas fueron almacenadas en una sola incubadora durante los primeros 7 días, pasado este periodo se transportaron las larvas al sistema experimental consistente de cuatro incubadoras, la cuales se dividieron en dos pares, dos alimentadas con Chaetoceros calcitrans (Incubadoras A1 y A2).  Y dos alimentadas con Nannochloropsis gaditana (Incubadoras D2 y D3).

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