Micobacterias ambientales, hongos y patógenos oportunistas en no clorada Agua potable en los Países Bajos

Micobacterias ambientales, hongos y patógenos oportunistas en no clorada Agua potable en los Países Bajos

Paul WJJ van der Wielen [pic 1]una y Dick van der Kooij una

ABSTRACTO

La multiplicación de los patógenos oportunistas en el agua potable podría representar una amenaza para la salud pública. En este estudio, distribuido agua potable no clorada de ocho plantas de tratamiento en los Países Bajos fue muestreado y analizado para los hongos, micobacterias no tuberculosas (MNT), y varios patógenos oportunistas mediante el uso de métodos selectivos de PCR cuantitativa. Hongos y NTM se detectaron en todas las muestras de agua potable, mientras que Legionella pneumophila, Pseudomonasaeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia, y Aspergillus fumigatus se observaron esporádicamente.Mycobacterium avium complejo y Acanthamoeba spp. no se detectaron. Season no tenía ninguna influencia sobre la aparición de estos organismos, a excepción de NTM y S. maltophilia, que estaban presentes en números más altos en el verano. Patógenos oportunistas se observaron con más frecuencia en muestras de agua de fontanería premisa que en las muestras del sistema de distribución. Se observó el menor número de estos organismos en el agua tratada en la planta. Por lo tanto, los hongos, NTM, y algunos de los patógenos oportunistas estudiados pueden multiplicarse en los sistemas de cañerías de distribución y OPL. Carbono asimilable orgánica (AOC) y / o el carbono orgánico total (TOC) no tiene efectos claros sobre el número de hongos y NTM o en P. aeruginosa - y S. maltophilia muestras -positivos. Sin embargo, L. pneumophila se detectó con mayor frecuencia en el agua con concentraciones por encima de 10 mg AOC C litro -1 que en agua con niveles por debajo de 5 mg AOC C litro -1. Finalmente, las muestras que contenía L. pneumophila,P. aeruginosa, o S. maltophilia fueron más frecuentemente positivos para un segundo patógeno oportunista, lo que demuestra que ciertos tipos de agua potable y / o puntos de muestreo promueven el crecimiento de múltiples patógenos oportunistas

INTRODUCCIÓN

La mayoría de los microorganismos son patógenos para los seres humanos, pero algunas especies microbianas son altamente virulenta, causante de la enfermedad en los seres humanos inmunocompetentes.Otros microorganismos son moderadamente a débilmente virulento y pueden causar enfermedades en los seres humanos inmunocomprometidos. Estos organismos se conocen como patógenos oportunistas, y algunos de ellos pueden crecer en el agua potable o beber biopelículas relacionados con el agua (1).Legionella pneumophila es el ejemplo más conocido de un patógeno oportunista que puede multiplicarse en beber biopelículas relacionados con el agua y causar enfermedad en (inmunocomprometidos) los seres humanos (2 - 5). Además, ciertas especies de micobacterias no tuberculosas (NTM) (por ejemplo,Mycobacterium avium, Mycobacterium kansasii), Acanthamoeba, y Burkholderia pseudomallei aislados de agua potable también puede ser genotípicamente idénticos a cepas aisladas de pacientes (6 - 10). Otros han demostrado que ciertas cepas de Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia y Burkholderia cepacia compleja aisladas de fregaderos, grifos, duchas, bañeras, y juguetes de baño han sido idénticos a cepas aisladas de pacientes (11 - 16). Estas observaciones implican que el agua potable puede ser un vehículo para la difusión de varios patógenos oportunistas.

Dos tendencias podrían afectar la aparición de estos patógenos oportunistas en el agua potable. En primer lugar, el calentamiento global, debido al cambio climático, resulta en una mayor superficie y las temperaturas de agua potable (17). Se espera que el crecimiento de patógenos oportunistas más en el agua potable será mayor cuando la temperatura del agua se elevan por encima de 20 a 25 ° C (18). En segundo lugar, el número de personas inmunocomprometidas, que son vulnerables a la infección por patógenos oportunistas, aumentará aún más en el primer mundo debido al envejecimiento de la población y las vidas más largas de los pacientes que sufren de enfermedades graves (por ejemplo, VIH, cáncer, fibrosis quística) (19). Ambas tendencias racionalizar la necesidad de una mayor investigación sobre la aparición de patógenos oportunistas en el agua potable.

En los Países Bajos, el agua potable se distribuye sin un desinfectante residual pero con muy bajas concentraciones de carbono orgánico biodegradable. Ya sea que estas bajas concentraciones de carbono orgánico biodegradable prevenir el rebrote de los patógenos oportunistas en el sistema de tuberías de distribución y la premisa no se conoce. Basado en un estudio de la literatura que investigó el impacto potencial en la salud pública de varios patógenos oportunistas capaces de multiplicarse en beber biopelículas relacionados con el agua, la prioridad para futuras investigaciones en los Países Bajos fue dado a L.pneumophila, NTM, hongos patógenos, P. aeruginosa, y S. maltophilia (18). Los métodos moleculares se han desarrollado para detectar estos patógenos oportunistas en el agua potable, y en un estudio preliminar que investigó el agua potable no clorada distribuido en dos plantas de tratamiento en los Países Bajos, se encontró que algunos patógenos oportunistas (18). En consecuencia, se llevó a cabo un estudio más exhaustivo sobre la aparición de estos organismos en el agua potable no clorada en los Países Bajos. Los objetivos de este estudio fueron determinar (I) los efectos de la fuente (agua de superficie en comparación con las aguas subterráneas), la temporada (invierno contra verano), y el sistema de plomería premisa sobre la aparición de patógenos oportunistas (L. pneumophila, NTM, M . avium complejo, hongos, Aspergillus fumigatus, P.aeruginosa, S. maltophilia, y Acanthamoeba spp.) en agua y (ii) la relación entre patógenos oportunistas en agua potable y otros parámetros (temperatura, composición del agua, ATP, celular total potable números, y los números de Aeromonas CFU).

MATERIALES Y MÉTODOS

Muestreo.

Se analizó el agua potable no clorada distribuido en cinco plantas de tratamiento que utilizan agua de superficie (plantas SW1, SW2, SW3, SW4 y SW5) y tres plantas de tratamiento que utilizan las aguas subterráneas (plantas GW1, GW2 y GW3). El agua potable producida en estas plantas difieren en (AOC) concentraciones fácilmente asimilables de carbono orgánico de carbono orgánico total (COT) y, y los recuentos de placas heterotróficas (HPC) en el agua potable distribuida difería también (Tabla1). Estos ocho sistemas de distribución fueron muestreados en el invierno (enero a marzo) y el verano (agosto y septiembre) de muestras de agua de 2010. Beber (2 litros cada uno) se tomaron del grifo de la cocina de agua fría de diferentes casas (planta SW1, 13 casas; SW2, 13 casas; SW3, 11 casas; SW4, 11 casas; SW5, 13 casas; GW1, 12 casas; GW2, 10 casas; GW3, 10 casas) conectados al sistema de distribución de cada planta de tratamiento y el agua la temperatura se midió inmediatamente después fue tomada cada muestra. Una de las muestras también se tomó del agua tratada en cada planta de tratamiento en el verano, a excepción de SW3 planta. Las muestras en el grifo se tomaron de acuerdo con el decreto de agua potable holandés para que representarían el agua potable de la red de distribución. En resumen, cada grifo se barrió hasta que la temperatura del agua se mantuvo estable durante 30 s, y el agua potable se muestreó posteriormente. Se hicieron excepciones a este procedimiento para las muestras recogidas de los sistemas de distribución de plantas SW2 y SW3 en el verano, que fueron tomadas directamente del grifo sin enjuague previo. Estas muestras representan agua potable de los sistemas de plomería premisa. Las muestras de agua fueron transportados y almacenados a 4 ° C y se procesan dentro de las 24 horas después de la recogida.

Mesa 1

Fuente de agua utilizada para la producción de agua potable, TOC y las concentraciones de AOC en el agua tratada, y el recuento de placas heterotróficas en agar de gérmenes a 22 ° C en el agua potable distribuida

Aislamiento de ADN.

Un volumen de 1.000 ml se filtró a través de un filtro de policarbonato de 25 mm (0,22-micras de tamaño de poro, escriba GTTP; Millipore, los Países Bajos). El filtro y un fragmento de ADN de un control interno se añadieron a tampón de fosfato-MT en un tubo matriz E de lisis del kit FastDNA giro para el suelo (Qbiogene, Inc., Carlsbad, CA) y se almacenaron a -20 ° C. El control interno se utilizó para determinar la eficiencia de recuperación de aislamiento de ADN y análisis de PCR (20). Se aisló el ADN de acuerdo con el protocolo del proveedor. El filtro, fragmento de ADN, y el tampón se procesaron durante 30 s a una velocidad de 5,5 en un instrumento FastPrep. Posteriormente, los tubos de la matriz de lisis E fueron centrifugadas durante 30 s a 14.000 × g. El sobrenadante se transfirió a un tubo limpio, y se añadió reactivo de precipitación de proteínas solución de 250 l (PPS) y posteriormente se mezcló con la mano durante 10 min. Los tubos se centrifugaron durante 5 min a 14.000 × g. Posteriormente, el sobrenadante se transfirió a un tubo de 15 ml limpio, y se añadió 1 ml de suspensión de unión a la matriz.Los tubos se invirtieron posteriormente a mano durante 2 min y se colocan en un bastidor de 3 min.Quinientos microlitros de sobrenadante se retiró cuidadosamente y se descartan. Aproximadamente 600 l de la mezcla se añadió a un filtro giratorio y se centrifugaron durante 1 min a 14.000 × g. Posteriormente, el tubo de captura se vació, y el sobrenadante restante se añadió al filtro de giro y se centrifugó de nuevo durante 1 min a 14.000 × g. A continuación, se añadió solución de lavado de sal 500-l de etanol (SEWS-M) para el filtro de giro y posteriormente se centrifugó durante 1 min a 14.000 × g. Posteriormente, el filtro giratorio fue sustituido en el tubo de captura y se centrifugó durante 2 min a 14.000 × g. Después, los filtros de spin se colocaron en tubos de captura-kit suministrado frescos, y los filtros se secaron al aire durante 5 min. Después del secado, se añadieron 200 l solución de elución de ADN (DES), y la matriz en la membrana se agitó suavemente con una punta de pipeta. Finalmente, los filtros de espín y los tubos de captura se centrifugaron durante 1 min a 14.000 × g. El ADN eluido se mantuvo posteriormente a -80 ° C.

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