Práctica 9. Técnicas para diagnósticar parásitos en sangre.

Práctica 9. Técnicas para diagnósticar parásitos en sangre.

Introducción

Algunos parásitos se transmiten por la sangre. Esto significa lo siguiente:

• El parásito puede hallarse en el torrente sanguíneo de las personas infectadas.
• El parásito se puede contagiar a otras personas por la exposición a la sangre de la persona infectada (por ejemplo, por una transfusión de sangre o por compartir agujas o jeringas contaminadas con sangre).

Algunos ejemplos de enfermedades parasitarias transmitidas por la sangre son tripanosomiasis africana, babesiosis, mal de Chagas, leishmaniasis, malaria y toxoplasmosis. En la naturaleza, muchos parásitos transmitidos por la sangre son diseminados por insectos (vectores), por lo que también se las conoce como enfermedades transmitidas por vectores. Toxoplasma gondii no es transmitido por un insecto (vector).

Transfusiones de sangre

Son muchos los factores que influyen en el hecho de que los parásitos que pueden hallarse en el torrente sanguíneo puedan transmitirse por una transfusión de sangre. Algunos ejemplos de esos factores incluyen:

• qué parte del ciclo de vida del parásito transcurre en la sangre;
• cuántos parásitos podría haber en la sangre (es decir, la concentración o nivel del parásito);
• cuánto tiempo permanece el parásito en el cuerpo, en personas tratadas y no tratadas; y
• cómo afecta el parásito a las personas. Por ejemplo, si las personas infectadas se sienten mal, tal vez no quieran donar sangre o no se les acepte su donación y se las rechace.

Algunos parásitos pasan la mayor parte de su ciclo de vida o todo el ciclo de vida en el torrente sanguíneo, como las especies de Babesia y Plasmodium. Algunos parásitos, como Trypanosoma cruzi, pueden hallarse en la sangre al principio de una infección (fase aguda) y luego a niveles mucho más bajos más adelante (fase crónica de la infección). Otros parásitos solo migran (viajan) por la sangre para llegar a otra parte del cuerpo.

Es posible que haya casos de parásitos transmitidos por transfusión que no se detecten ni se informen, pero el riesgo de infección es muy bajo comparado con la cantidad de transfusiones de sangre. En los Estados Unidos, desde 1980, se han publicado informes de casos de babesiosis, malaria y mal de Chagas asociados con transfusión. Desde 1965, se han publicado informes de toxoplasmosis asociada con transfusión.

Objetivo

Se realizará un frotis sanguíneo para el diagnóstico de parásitos sanguíneos y tisulares.

Metodología

[pic 1]

Preguntas

1.- ¿Cómo se prepara el colorante Giemsa?

Colorante de Giemsa (constituido por una mezcla de azul de metileno, eosina y varios azures en dilución acuosa): 1.0g del colorante en polvo, 66mL de metanol absoluto y 66mL de glicerol. Se debe disolver el colorante con el glicerol, adicionar el metanol, mezclar bien y dejar a temperatura ambiente de 7-14 días (maduración). Filtrar antes de su empleo. Guardar en frasco color ámbar. Importante: Las indicaciones de preparación pueden variar dependiendo de la casa comercial.

2.- ¿Cuál en la fase morfológica que produce la lesión en el humano de Leishmania Mexicana?

La leishmaniasis es transmitida por la picadura de un insecto hematófago. El insecto inyecta en la sangre la forma infecciosa, los promastigotes.

3.- ¿Cuál es la fase que produce la lesión en humano de Trpanosoma Cruzi?

EL tripomastigote metacíclico. En la sangre, el parásito se puede observar como un tripomastigote fusiforme, en forma de «C» o de «S» de 20 µm de longitud por 1 µm de anchura.64 Durante esta etapa, el tripomastigoto no se multiplica en la sangre del hospedero. Cuando el parásito infecta las fibras del músculo cardiaco estriado o a los fagocitos, se acorta el flagelo y se transforma en un amastigote redondo de 2 a 5 µm de diámetro y con un flagelo externo muy corto o inexistente. En esta forma se multiplica por medio de fisión binaria formando «racimos» o «nidos» que se acumulan en la célula huésped hasta que esta se rompe.

Observaciones

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Se encontraron, larvas en la sangre de caballo. Y se pueden ver que son de Tripanosoma Cruzi.

Práctica 10. Método de Graham

Vix en 1860 recomendó por primera vez el uso de una torunda o un raspador anal para obtener material para el examen microscópico en busca de huevos de Enterobius. Graham (1941) y Jacobs (1942) introdujeron independientememnte una técnica de cinta adhesiva de celulosa Scotch para obtener huevos de Enterobius de la región perianal.

     Esta técnica se basa en que la hembra adulta de Enterobius vermicularis habitualmente no deposita sus huevos en el interior del intestino, sino que por lo general emigra durante la noche, hacia  las márgenes del ano, depositando los huevos en los pliegues perianales. Es por esto que la toma debe efectuarse en la mañana indicando que debe ir a defecar y no debe bañarse.

     Ocasionalmente se pueden encontrar huevos de Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Hymenolepis nana, Taenia sp.

Objetivo

 Encontrar por medio del raspado perianal huevos de Enterobius vermicularis.

Metodología[pic 3]

Preguntas

Fases de Enterovius Vermicularis[pic 4]

[pic 5][pic 6]

Observaciones

[pic 7]

Se observaron huevos de Enterovius Vermicularis en el portaobjetos, la muestra fue extraída de una perra.

Practica 11. Método de Baermann

Introducción

Está técnica permite una buena concentración de las larvas vivas de Strongyloides, partiendo de un volumen grande de heces. Es demasiada engorrosa para ser empleada como técnica de rutina, pero es excelente para constatar los resultados del tratamiento. Existen diferentes modos de montarla, con igual resultado y diferentes costos.

[pic 8]

Metodología[pic 9]

Preguntas

1.- ¿Considera que es fácil la observación de huevecillos de S. stercoralis, sí o no y por qué?

Sí, ya que se pueden confundir con el huevo de otro parásito, es muy similar a otros.

2.- Fases morfológicas de Strongyloides Stercolaris[pic 10]

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Observaciones

[pic 12]

Se observaron algunos artefactos, pero encontramos un huevo de Strongyloides.

Práctica 12. Método de Harada-Mori

Introducción

Los huevos uncinariformes observados en muestras fecales pueden ser difíciles o imposibles de diagnosticar, mientras que las larvas que surgen de ellos se identifican fácilmente. Un problema práctico frecuente es la diferenciación de las infecciones por Necator de las producidas por Ancylostoma. Para cultivar larvas a partir de huevos, Harada y Mori (1955) describieron un método sencillo y limpio en tubos de ensaye.

Es un método que permite la identificación de larvas de helmintos con base en sus características morfológicas. La materia fecal debe colocarse en un frasco limpio, cuidando de que no esté contaminada con tierra ni orina; se debe conservar en la sombra y sitio fresco. Las heces formadas pueden reblandecerse con agua destilada para facilitar la extensión en el papel filtro. Se recomienda el uso de 4 o 5 tubos por muestra para aumentar las posibilidades de encontrarlas positivas, sobre todo en regiones donde el grado de infección es bajo

Objetivo

Realizar cultivo de huevos para obtener desarrollo de larvas y así poder precisar la especie.

Metodología

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Preguntas

Fases morfológicas de las larvas y huevecillos

Ancylstoma duodenale[pic 14]

Necatur Americanus

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Observaciones

Se encontraron larvas en la muestra que se tomó del fondo del tubo que podrían ser de Necatur Americanus o de Ancylstoma duodenale.[pic 16]

Práctica 13. Hematoxilina Férrica de Heidenhain

Introducción

PROPÓSITO: Método clásico para colorear e identificar estadios de protozoos comunes en heces del humano, sobretodo cuando sólo hay trofozoítos y las infecciones son mixtas. Las descripciones en los libros sobre la morfología y características de cada estadio y de cada especie están basadas en organismos coloreados por este método.

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